Expanden células ocho veces y distinguen proteínas a 8 nanómetros de distancia
El problema no era solo el microscopio
Las técnicas modernas de superresolución pueden localizar moléculas aisladas con una precisión cercana al nanómetro en condiciones controladas. Un nanómetro equivale a una millonésima de milímetro. Sin embargo, trasladar esa precisión al interior abarrotado de una célula resulta difícil: las proteínas se encuentran demasiado próximas y las etiquetas fluorescentes no alcanzan todos los lugares necesarios para reconstruir su arquitectura completa.
Los anticuerpos utilizados para marcar proteínas también tienen un tamaño apreciable a esta escala. El complejo formado por un anticuerpo primario y otro secundario puede separar el fluoróforo más de una decena de nanómetros de su objetivo. La precisión matemática del microscopio avanza así más deprisa que la capacidad de etiquetar cada molécula. El artículo publicado el 29 de julio aborda precisamente ese cuello de botella.
Agrandar físicamente antes de observar
La microscopía de expansión introduce una célula fijada dentro de un hidrogel, un polímero capaz de absorber agua y aumentar de tamaño. Las moléculas relevantes quedan ancladas a la red. Después, tratamientos químicos y enzimáticos ablandan y homogeneizan la muestra para que el gel se expanda de manera aproximadamente uniforme. Dos proteínas originalmente separadas ocho nanómetros pueden terminar a más de cincuenta, una distancia mucho más accesible para la óptica.
El equipo de Janna Eilts, Marvin Jungblut, Markus Sauer y sus colaboradores utilizó hidrogeles sometidos a dos etapas de homogeneización. Las muestras inmunomarcadas aumentaron entre siete y ocho veces después de su estabilización final. Al separar físicamente estructuras que antes estaban amontonadas, los anticuerpos pudieron acceder a más puntos; la densidad de etiquetas detectadas creció aproximadamente cuatro veces.
Miles de destellos reconstruyen una estructura
La segunda mitad del método es dSTORM, siglas inglesas de microscopía directa de reconstrucción óptica estocástica. En vez de registrar simultáneamente todos los fluoróforos, la técnica hace que pequeños subconjuntos se enciendan y apaguen en momentos diferentes. Cada destello puede localizarse con gran precisión. Al combinar miles de fotogramas, el software reconstruye una imagen mucho más detallada que la obtenida mediante fluorescencia convencional.
La combinación recibe el nombre Ex-dSTORM. La expansión aporta separación y acceso para las etiquetas; dSTORM recupera la posición de las señales individuales. Una prepublicación difundida en agosto de 2025 ya presentaba el concepto. La novedad del 29 de julio es su publicación como versión revisada por pares, con procedimientos, controles y resultados ampliados.
La escala de ocho nanómetros de los microtúbulos
Los investigadores validaron el sistema con microtúbulos, cilindros que forman parte del esqueleto interno de la célula y sirven como vías para el transporte molecular. Cada microtúbulo está compuesto normalmente por trece protofilamentos construidos mediante unidades de alfa y beta tubulina. Esos heterodímeros se repiten longitudinalmente cada ocho nanómetros.
Ex-dSTORM separó señales correspondientes a moléculas vecinas de alfa tubulina y aportó evidencia de la periodicidad de los heterodímeros. Los perfiles transversales mostraron además el espacio hueco del cilindro. Una expansión menor, de aproximadamente 3,2 veces, no proporcionó densidad ni resolución suficientes para distinguir inequívocamente los diferentes protofilamentos, según la comparación incluida en el artículo.
Jaulas celulares construidas con pentágonos y hexágonos
La segunda estructura utilizada como prueba fue la cubierta de clatrina. Cuando una célula introduce receptores u otras moléculas desde su superficie, proteínas de clatrina forman una jaula curva que ayuda a crear una vesícula. Las unidades básicas tienen tres brazos y se ensamblan en redes compuestas principalmente por caras pentagonales y hexagonales.
Las cavidades recubiertas de clatrina miden normalmente entre 50 y 200 nanómetros y reúnen decenas de proteínas. Ex-dSTORM permitió visualizar su entramado poliédrico con detalle molecular dentro de células. El resultado no sustituye a la criomicroscopía electrónica, que puede ofrecer resolución atómica en muestras cuidadosamente preparadas; aporta otra ventaja: marcar proteínas concretas y localizarlas selectivamente dentro del contexto celular.
Anillos en la zona donde se comunican las neuronas
El equipo aplicó después dos colores fluorescentes a cultivos de neuronas del hipocampo. Observó RIM y Munc13-1, dos proteínas implicadas en la preparación y liberación de vesículas que contienen neurotransmisores. Las señales formaron estructuras presinápticas semejantes a anillos con diámetros aproximados de 48 nanómetros para RIM y 44 para Munc13-1.
Las dimensiones son comparables con anillos proteicos registrados bajo vesículas preparadas mediante tomografía crioelectrónica. Los autores interpretan esas agrupaciones como posibles organizaciones relacionadas con puntos de acoplamiento y liberación, pero la imagen estructural no demuestra por sí sola que cada anillo estuviera liberando neurotransmisores. Para establecer función y secuencia temporal harían falta mediciones fisiológicas complementarias.
Células naturales, pero fijadas
Una ventaja destacada es que las proteínas observadas eran endógenas: las producían las propias células y no habían sido sustituidas por versiones modificadas genéticamente con marcadores fluorescentes. Esto facilita estudiar células primarias y tejidos en los que introducir genes resulta difícil o puede alterar la cantidad, posición o comportamiento de una proteína.
La contrapartida es que el procedimiento requiere fijar, calentar, digerir y expandir la muestra. No permite observar una célula viva mientras una proteína se desplaza. La uniformidad de la expansión tampoco es perfecta y los anticuerpos conservan un margen de error entre la molécula real y el punto fluorescente. Las estructuras obtenidas deben interpretarse con controles de deformación, calibración y etiquetado.
Una herramienta para cartografiar complejos celulares
El método puede emplearse para estudiar poros nucleares, citoesqueleto, sinapsis, membranas y otros conjuntos densos de proteínas. Su interés no reside únicamente en obtener imágenes llamativas, sino en medir distancias, número de componentes y relaciones espaciales dentro de células sin modificación genética. También podría ayudar a comparar cómo cambia un complejo molecular entre tejido sano y enfermedad.
Antes de una utilización rutinaria habrá que simplificar el protocolo, evaluar más tipos de tejidos y comprobar que la expansión conserva por igual arquitecturas con composiciones químicas diferentes. Ex-dSTORM no elimina todos los límites de la microscopía celular, pero modifica la escala práctica del problema: en lugar de exigir que el microscopio vea directamente dos moléculas casi contiguas, separa físicamente la muestra hasta convertir ocho nanómetros en una distancia ópticamente resoluble.